منابع و ماخذ پایان نامه اندازه گیری، نمونه برداری، استاندارد

در هر گلدان برحسب سانتی‌متر مکعب) حاصل ضرب مساحت گلدان(πr2) در ارتفاع گلدان تعیین شد. در هر گلدان ۵۰ درصد خاک،۴۰ درصد ماسه، ۱۰ درصد خاک آلوده به قارچ میکوریزایی ریخته شد. پ هاش خاک مورد استفاده ۸-۷ بود.
۵-۳ آماده سازی بذرها
بذرهای بادام و زردآلو با قیچی باغبانی نوک چینی شده، سپس ۲۴ ساعت در آب جاری قرار داده شد و بعد از آن به مدت ۱۵ دقیقه در قارچ‌کش سه در هزار کاپتان + بنومیل (نسبت ۱:۱) ضدعفونی سطحی شدند. برای انجام سرمادهی، بذرهای ضد عفونی شده با شن الک شده و شسته به ابعاد حدود دو میلی متر مخلوط شده و در کیسه های پلاستیکی که از قبل در آنها سوراخ هایی برای تهویه ایجاد شده بود، در یخچال در دمای ۷+ درجه سانتی گراد نگهداری گردیدند.
۶-۳ کاشت بذر
با توجه به عدم وجود اطلاعات در مورد دوره سرمادهی بذور، از هفته سوم سرمادهی بذور به صورت مرتب مورد بازبینی قرار گرفتند. در هفته چهارم بذرهای جوانه زده از یخچال خارج شده و در عمق ۵-۳ سانتی‌متری (در هر گلدان ۲ عدد بذر) کاشته شدند. بذرهای جوانه زده با طول ریشه چه حداقل دو میلی متر در کیسههای گلدانی حاوی بستر کاشت کاشته شد. در تیمار میکوریزا هنگام کاشت مایه تلقیح قارچ میکوریزایی گونه ((Glomus mosseae در زیر بذرها قرار داده شد و گلدانها به گلخانه منتقل شدند. در هر دور آبیاری گلدانها تا رسیدن به حد ظرفیت مزرعه آبیاری شدند. برای آبیاری از آب لوله شهری با هدایت الکتریکی ۷۱/۰ دسی زیمنس بر متر استفاده شد.
۷-۳ آزمایش اول- اثر میکوریزا بر رشد دانهال پایههای بادام اهلی و زردآلو
این آزمایش به منظور بررسی اثر امکان همزیستی میکوریزایی ریشه بر رشد رویشی، شاخصهای بیوشیمیایی و تجمع عناصر غذایی در دانهالهای بادام اهلی و زردآلو انجام شد. آزمایش به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملا تصادفی شامل نوع پایه در پنج سطح (دو رقم زردآلوی محلی، یک رقم زردآلوی تجاری، بادام شیرین، بادام تلخ) و فاکتور دوم تیمار میکوریزایی در دو سطح (گیاهان شاهد بدون میکوریزا و گیاهان دارای همزیستی میکوریزایی) بود. تعداد تکرارها در هر تیمار چهار و هر تکرار شامل دو گلدان بود. مجموع تیمارها ۱۰ تیمار (پنج نوع پایه و دو تیمار میکوریزا) و تعداد گلدانها در این آزمایش ۱۱۲ گلدان بود. بذرهای جوانه زده با طول ریشه چه حداقل دو میلی متر در کیسههای گلدانی حاوی بستر کاشت کاشته شدند. در تیمار میکوریزا هنگام کاشت مایه تلقیح قارچ میکوریزایی گونه Glomus mosseae در زیر بذرها قرار داده شد. گلدانها به گلخانه منتقل شدند. پس از ۱۲هفته از جوانه زنی بذرها، شاخصهای رویشی (ارتفاع گیاه، طول ریشه و شاخساره و قطر ساقه)، شاخصهای بیوشیمیایی (سبزینگی، کلروفیل، کارتنوئید، کربوهیدرات و نیترات) و یونها (فسفر، کلسیم، سدیم، پتاسیم و کلر) اندازه گیری شدند.
۸-۳ آزمایش دوم- برهمکنش اثر میکوریزا و شوری ناشی از کلرید سدیم در پایههای بادام اهلی و زردآلو
این آزمایش به منظور بررسی اثر همزیستی قارچ میکوریزا و تنش شوری ناشی از کلرید سدیم بر رشد رویشی، تجمع عناصر غذایی و شاخص های بیوشیمیایی در دانهالهای زردآلو و بادام اهلی انجام شد. آزمایش به صورت فاکتوریل در قالب طرح بلوکهای کامل تصادفی با تیمار میکوریزا در دو سطح (گیاهان بدون میکوریزا و گیاهان دارای همزیستی میکوریزایی)، پایه در چهار سطح (زردآلوی محلی، پایه زردآلوی تجاری، پایه بادام تلخ و پایه بادام شیرین) و تیمار شوری ناشی از کلرید سدیم در سه سطح ۰، ۷۵، ۱۵۰ میلی مولار در سه تکرار (هر تکرار دارای دو گلدان) انجام شد. تعداد گلدانها در این آزمایش ۱۴۴ گلدان بود. بذرهای جوانه زده با طول ریشه چه حداقل دو میلی متر در کیسههای گلدانی حاوی بستر کاشت کاشته شدند. در تیمار میکوریزا هنگام کاشت مایه تلقیح قارچ میکوریزایی گونه Glomus mosseae در زیر بذرها قرار داده شد. گلدانها به گلخانه منتقل شده و تیمار کلرید سدیم پس از رسیدن گیاهان به سن چهار هفته شروع شد. محلول کلرید سدیم (NaCl) از طریق حل کردن نمک کلرید سدیم در آب تهیه شد. به منظور جلوگیری از وارد شدن شوک ناگهانی به گیاهان، تنش شوری در هر دور آبیاری ۲۵ میلی مولار افزایش یافت تا به غلظت نهایی در هر تیمار رسید. پس از ۱۰ هفته از شروع تیمارهای شوری، شاخصهای رویشی (ارتفاع گیاه، طول ریشه و شاخساره و قطر ساقه)، شاخصهای بیوشیمیایی (سبزینگی، کلروفیل، کارتنوئید، کربوهیدرات، نیترات و پرولین) و یونها (فسفر، کلسیم، سدیم، پتاسیم و کلر) اندازه گیری شدند.
۹-۳ آبیاری
آبیاری هر ۷ روز یک‌بار انجام شد و در هر دور آبیاری ۱۰۰ میلی لیتر آب به هر گلدان داده شد. بعد از چهار هفته از شروع اعمال تیمارها و ۱۲هفته پس از کاشت دانهال‌ها، شاخص‌های مورد نظر اندازه‌گیری شدند.
۱۰-۳ نمونه برداری
شاخصهای مورد اندازه گیری شامل ارتفاع گیاه، کلروفیل و کارتنوئیدها، شاخص وزن ریشه (وزن ریشه/ طول ریشه) و شاخساره (وزن شاخساره/ طول شاخساره)، شاخص تحمل به تنش (وزن خشک گیاهان تحت تنش تقسیم بر وزن خشک گیاهان شاهد × ۱۰۰) و شاخص های بیوشیمیایی شامل کربوهیدراتهای محلول، نیترات، پرولین، میزان یون های سدیم، پتاسیم، کلر، کلسیم و فسفر بودند.
۱۱-۳ اندازه‌گیری سبزینگی
میزان سبزینگی با استفاده از دستگاه کلروفیل سنج۱۶۴ ساخت انگلستان (Hansatech، مدل CL- 01) انجام شد. میزان سبزینگی قبل از برداشت گیاهان انجام شد. ابتدا برگها با آب مقطر شسته شده و لابلای کاغذ خشک کن خشک گردیدند. سبزینگی در برگ واقع در گره چهارم اندازه گیری شد.
۱۲-۳ کلروفیل و کارتنوئیدهای برگ
مقدار ۱/۰ گرم از نمونه برگ بدون رگبرگ اصلی به قطعات کوچک۲ تا ۳ میلی متر مربعی تقسیم شده و سپس قطعات برگ در فالکون حاوی ۱۰ میلی‌لیتر محلول استون ۸۰ درصد قرار داده شد و پس از بستن درب ظرف با پارافیلم و پوشانیدن ظرف با ورقه آلومینیمی، ظرف حاوی نمونه در تاریکی و دمای ۴+ درجه سانتیگراد قرار داده شد تا کلروفیل برگ خارج گردیده و بافت برگ سفید گردد (موران، ۱۹۸۶). در فواصل زمانی مختلف تکان دادن ظرف حاوی نمونه انجام گردید تا خارج شدن کلروفیل بهتر انجام شود. اندازه‌گیری جذب در طول موج‌های ۴۷۰، ۶۴۶ و ۶۶۳ نانومتر انجام شده و میزان کلروفیلهای a و b، کلروفیل کل و کارتنوئیدهای کل با استفاده از روابط زیر محاسبه گردید (لیخن تالر، ۱۹۸۷):
Chl a (mg/gr) =[0.0127 (A663)-0.00269 (A645) ] ×۱۰۰/W
Chl b (mg/gr) =[0.0229 (A645)-0.00468 (A663) ] ×۱۰۰/W
Total = Chla + Chlb
W/ 100 ͯ [۱۰۰۰ (A470) – 2.270 Chla – 81.4 Chlb /227 ] Carotenoids =
W: وزن نمونه (بر اساس گرم)
A663: میزان جذب در طول موج ۶۶۳ نانومتر (کلروفیل a)
A645 : میزان جذب در طول موج ۶۴۵ نانومتر (کلروفیل b)
A470 : میزان جذب در طول موج ۴۷۰ نانومتر (کارتنوئیدها)
۱۳-۳ بیرون آوردن، شستشو و آماده سازی دانهالها
جهت کاهش خطای آزمایش و هنگام نمونه برداری، گلدانهای حاوی گیاهان به آزمایشگاه منتقل گردیدند. پس از برش دادن کیسه پلاستیکی گیاهان با ریشه و گیاه از گلدان خارج گردیده و با آب معمولی شسته شده و سپس با آب مقطر آبکشی شدند. سپس نمونه‌ها، بر روی کاغذ خشک‌کن قرار داده شد تا رطوبت اضافی سطح گرفته شود. نمونه‌های ریشه و شاخساره به طور جداگانه در پاکت قرار داده شد و در آون در دمای ۷۵ درجه سانتیگراد بمدت ۴۸ ساعت خشک شدند و نمونههای خشک شده جداگانه آسیاب شدند.
۱۴-۳ اندازه گیری طول ریشه و شاخساره
طول ریشه و شاخساره با استفاده از خط کش اندازه گیری شده و بر حسب سانتی متر بیان شدند.
۱۵-۳ اندازه‌گیری وزن خشک بافت‌ها
وزن کردن نمونهها با استفاده از ترازوی حساس (مدل GF – ۳۰۰، ساخت کشور ژاپن) با دقت ۰۰۱/۰ گرم انجام شد.
۱۶-۳ تعیین شاخص وزن ریشه۱۶۵ و شاخص وزن شاخساره۱۶۶
شاخص وزن ریشه با حاصل تقسیم وزن خشک ریشه بر طول ریشه اصلی و شاخص وزن شاخساره از تقسیم وزن خشک شاخساره بر طول شاخساره اصلی بر حسب میلی گرم در سانتی متر تعیین گردید.
۱۷-۳ تعیین شاخص تحمل تنش
برای محاسبه شاخص تحمل گیاهان تحت تنش از روش پیشنهادی شمیم و همکاران (۲۰۰۹) استفاده شد. شاخص تحمل وزن خشک۱۶۷(DMSTI) از تقسیم وزن خشک گیاهان تحت تنش بر وزن خشک گیاهان شاهد، از رابطه زیر محاسبه گردید:
) × ۱۰۰ وزن خشک گیاه شاهد/ وزن خشک گیاه تحت تنش) = DMSTI
۱۸-۳ اندازه‌گیری نیترات
اندازه گیری نیترات در ریشه و یا برگ به روش پیشنهادی کاتالدو و همکاران۱۶۸ (۱۹۷۵) انجام شد. مقدار ۱/۰ گرم بافت برگ و یا ریشه آسیاب شده، به مدت ۶۰ دقیقه با ۱۰ میلی‌لیتر آب مقطر در دمای ۴۵ درجه سانتی گراد عصاره گیری شد. سپس عصاره به مدت ۱۰ دقیقه در ۱۰۰۰ دور در ثانیه سانتریفیوژ گردید. مقدار۲۰۰ میکرولیتر عصاره با ۸۰۰ میکرولیتر سالیسیلیک اسید ۵ درصد) محلول در اسید سولفوریک غلیظ ۹۸ درصد) مخلوط گردید. در این واکنش سالیسیلیک اسید با نیترات تحت شرایط اسیدی واکنش می‌دهد به شکل نیتروسالیسیلیک اسید در می‌آید. سپس محلول به مدت ۲۰ دقیقه در دمای ۲۴ درجه سانتی گراد نگهداری گردید. پس از آن نوزده میلی لیتر سود ۲ نرمال اضافه شد تا پ هاش آن به حد ۱۲ برسد. پس از رسیدن دمای محلول به دمای آزمایشگاه، قرائت در طول موج ۴۱۰ نانومتر انجام گردید. برای تهیه منحنی استاندارد از نیترات پتاسیم (KNO3) استفاده شد. غلظت نهایی نیترات موجود در بافت ریشه و برگ با استفاده از رابطه زیرتعیین گردید:
Y= 0.021X + 0.003
:Y عدد قرائت شده از اسپکتروفتومتر
:X مقدار نیترات بر حسب میلیگرم در میلی لیتر
مقدار نیترات بر حسب میلی‌گرم در میلی لیتر (X) در رابطه زیر قرار داده تا غلظت نیترات بر حسب میکروگرم در گرم وزن خشک به دست آید:
C (µg.g-1)= X × (V/M)
V: حجم عصاره اولیه
M: وزن نمونه مورد استفاده برای تهیه عصاره
۱۹-۳ اندازه گیری پرولین
برای استخراج پرولین مقدار ۵/۰گرم بافت با استفاده از ۵ میلی لیتر اتانول ۹۵ درصد در هاون چینی کوبیده شده و قسمت بالای محلول جدا گردید. عمل استخراج دو بار دیگر و هر بار با ۵ میلی لیتر اتانول ۷۰ درصد تکرار شد. محلول بدست آمده ده دقیقه در دستگاه سانتریفیوژ با سرعت ۳۵۰۰ دور قرار داده شد. پس از جدا کردن فاز مایع از جامد قسمت مایع برای استخراج پرولین به کار رفت (اریگوین و همکاران۱۶۹، ۱۹۹۲). برای تعیین غلظت پرولین ۲ میلی لیتر از عصاره با ۱ میلی لیتر محلول ناین هیدرین و ۲ میلی لیتر اسید استیک خالص مخلوط گردید و به مدت یک ساعت در ۱۰۰ درجه سانتیگراد جوشانده

دیدگاهتان را بنویسید